¿Qué es una fibra de huso y cuáles son sus usos?

Aparato de huso

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Este artículo es sobre la estructura celular. Para otras aplicaciones, vea Eje (desambiguación).

Micrografía que muestra cromosomas condensados ​​en azul, cinetocoros en rosa y microtúbulos en verde durante la metafase de la mitosis

En biología celular, el aparato de huso se refiere a la estructura del citoesqueleto de células eucariotas que se forma durante la división celular para separar las cromátidas hermanas entre las células hijas. Se lo conoce como el huso mitótico durante la mitosis, un proceso que produce células hijas genéticamente idénticas, o el huso meiótico durante la meiosis, un proceso que produce gametos con la mitad del número de cromosomas de la célula parental.

Además de los cromosomas, el aparato de huso está compuesto por cientos de proteínas.

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Los microtúbulos comprenden los componentes más abundantes de la maquinaria.

Contenido

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• 1 Estructura del huso1.1 Proteínas asociadas a microtúbulos y dinámica del huso
• 2Organización del aparato de huso2.1Modelo de “búsqueda y captura” mediado por el centrómero2.2 Autoorganización mediada por cromatina del huso mitótico
• Nucleación de microtúbulos 3Cromatina mediada por el gradiente Ran GTP
• 4 Regulación del conjunto del husillo
• 5 Estructura de cromosoma mitótico
• Punto de control del conjunto de husillo mitótico
• 7Ver también
• 8Referencias

Estructura del eje [ editar ]

Este diagrama representa la organización de un huso mitótico típico que se encuentra en las células animales. Los cromosomas están unidos a los quitiochoremicrotúbulos a través de un complejo multiproteico llamado cinetocoro. Los microtúbulos polares se interdigitan en la zona media del huso y empujan los polos del huso a través de proteínas motoras. Los microtúbulos astrales anclan los polos del husillo a la membrana celular. La polimerización de microtúbulos se nuclea en el centro organizador de microtúbulos.

La unión de microtúbulos a los cromosomas está mediada por cinetocoros, que vigilan activamente la formación del huso y previenen el inicio prematuro de la anafase. La polimerización de microtúbulos y la dinámica de despolimerización conducen a la congresión cromosómica. La despolimerización de microtúbulos genera tensión en los cinetocoros;

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La unión bipolar de cinetocoros gemelos a microtúbulos que emanan de polos opuestos contrae fuerzas de tensión opuestas, alineando los cromosomas en el ecuador celular y aposándolos para la segregación a las células hijas. Una vez que cada cromosoma está bi-orientado, comienza la anafase y la cohesina, que une las cromátidas hermanas, se corta, lo que permite el tránsito de las cromátidas hermanas a los polos opuestos.

El aparato de huso celular incluye los microtúbulos del huso, proteínas asociadas, que incluyen motores moleculares de cinesina y dineína, cromosomas condensados ​​y cualquier centrosoma o aster que puedan estar presentes en los polos del huso dependiendo del tipo de célula.

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El aparato de huso es vagamente elipsoide en la sección transversal y se estrecha en los extremos. En la porción media ancha, conocida como la zona media del huso, los microtúbulos antiparalelos están unidos por kinesinas. En los extremos puntiagudos, conocidos como polos del huso, los microtúbulos son nucleados por los centrosomas en la mayoría de las células animales. Los husos acentrosómicos o anastomosos carecen de centrosomas o asteres en los polos del huso, respectivamente, y se producen, por ejemplo, durante la meiosis femenina en la mayoría de los animales.

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En este caso, un gradiente Ran GTP es el principal regulador de la organización y ensamblaje de microtúbulos de husillo. En los hongos, los husos se forman entre los cuerpos del polo del huso incrustado en la envoltura nuclear, que no se descompone durante la mitosis.

Las proteínas asociadas a los microtúbulos y la dinámica del eje [ editar ]

El alargamiento y acortamiento dinámico de los microtúbulos del huso, a través de un proceso conocido como inestabilidad dinámica, determina en gran medida la forma del huso mitótico y promueve la alineación correcta de los cromosomas en la zona media del huso. Las proteínas asociadas a los microtúbulos (MAP) se asocian con microtúbulos en la zona media y los polos del huso para regular su dinámica. La γ-tubulina es una variante de tubulina especializada que se ensambla en un complejo de anillo llamado γ-TuRC que nuclea la polimerización de heterodímeros de tubulina α / β en microtúbulos. El reclutamiento de γ-TuRC a la región pericentrosomal estabiliza los extremos negativos de los microtúbulos y los ancla cerca del centro organizador de microtúbulos. La proteína asociada a microtúbulos Augmin actúa junto con γ-TURC para nuclear nuevos microtúbulos fuera de los microtúbulos existentes.

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Los extremos crecientes de los microtúbulos están protegidos contra catástrofes por la acción de las proteínas de seguimiento de microtúbulos de extremo positivo (+ TIP) para promover su asociación con cinetocoros en la zona media. Se ha demostrado que CLIP170 se localiza cerca de extremos más de microtúbulos en células HeLa

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y acumularse en cinetocoros durante la prometafase.

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Aunque no está claro cómo CLIP170 reconoce los extremos positivos, se ha demostrado que sus homólogos protegen contra catástrofes y promueven el rescate,

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sugiriendo un papel para CLIP170 en la estabilización de los extremos positivos y posiblemente mediando su unión directa a cinetocoros.

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También se ha demostrado que las proteínas asociadas a CLIP, como CLASP1 en humanos, se localizan en los extremos positivos y en el cinetocoro externo, así como también modulan la dinámica de los microtúbulos de cinetocoro (Maiato 2003). Los homólogos de CLASP en Drosophila , Xenopus y levadura son necesarios para el ensamblaje apropiado del husillo; en mamíferos, CLASP1 y CLASP2 contribuyen al ensamblaje apropiado del husillo y a la dinámica de los microtúbulos en anafase.

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La polimerización de extremo positivo puede ser moderada adicionalmente por la proteína EB1, que se une directamente a los extremos crecientes de los microtúbulos y coordina la unión de otros + TIP.

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Oponiéndose a la acción de estas proteínas estabilizadoras de microtúbulos hay una serie de factores despolimerizantes de microtúbulos que permiten la remodelación dinámica del huso mitótico para promover la congresión cromosómica y el logro de la bipolaridad. La superfamilia kinesin-13 de MAP contiene una clase de proteínas motoras dirigidas al extremo positivo con actividad de despolimerización de microtúbulos asociada que incluye el mamífero bien estudiado MCAK y Xenopus XKCM1. MCAK localiza las puntas de crecimiento de los microtúbulos en los cinetocoros, donde puede desencadenar una catástrofe en competencia directa con la actividad estabilizadora + TIP.

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Estas proteínas aprovechan la energía de la hidrólisis de ATP para inducir cambios conformacionales desestabilizadores en la estructura del protofilamento que causan la liberación de kinesina y la despolimerización de microtúbulos.

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La pérdida de su actividad produce numerosos defectos mitóticos.

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Las proteínas desestabilizadoras adicionales de microtúbulos incluyen Op18 / stathmin y katanin, que desempeñan un papel en la remodelación del huso mitótico y promueven la segregación cromosómica durante la anafase.

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Las actividades de estos MAP se regulan cuidadosamente para mantener la dinámica adecuada de los microtúbulos durante el ensamblaje del huso, con muchas de estas proteínas que sirven como sustratos de cinasa tipo Aurora y Polo.

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Organizar el aparato de huso [ editar ]

En el modelo de “búsqueda y captura” mediado por centrosoma (izquierda), los microtúbulos nucleados de centrosomas entran en contacto con los cromosomas por casualidad y se estabilizan en cinetocoros para formar el huso. En el modelo de “autoorganización” mediado por cromatina (derecha), los microtúbulos se nuclean alrededor de la vecindad de la cromatina mitótica y se organizan en una matriz bipolar mediante proteínas motoras.

En un huso mitótico formado adecuadamente, los cromosomas bi-orientados se alinean a lo largo del ecuador de la célula con microtúbulos orientados aproximadamente perpendiculares a los cromosomas, sus extremos más incrustados en cinetocoros y sus extremos negativos anclados en los polos celulares. La orientación precisa de este complejo es necesaria para garantizar una segregación cromosómica precisa y para especificar el plano de división celular. Sin embargo, no está claro cómo se organiza el huso. Dos modelos predominan en el campo, que son sinérgicos y no mutuamente exclusivos. En el modelo de búsqueda y captura , el huso está organizado predominantemente por la separación hacia los polos de los centros organizadores de microtúbulos (MTOCs). Los microtúbulos del eje emanan de centrosomas y ‘buscan’ cinetocoros; cuando se unen a un cinetocoro se estabilizan y ejercen tensión sobre los cromosomas. En un modelo de autoensamblaje alternativo, los microtúbulos se someten a una nucleación descendente entre los cromosomas condensados. Restringido por las dimensiones celulares, las asociaciones laterales con los microtúbulos antiparalelos a través de las proteínas motoras y los accesorios finales a los cinetocoros, los microtúbulos adoptan naturalmente una estructura similar a un huso con cromosomas alineados a lo largo del ecuador celular.

Modelo de “búsqueda y captura” mediado por centrosoma [ editar ]

En este modelo, los microtúbulos se nuclean en los centros organizadores de microtúbulos y experimentan un crecimiento rápido y una catástrofe para “buscar” el citoplasma de los cinetocoros. Una vez que unen un cinetocoro, se estabilizan y su dinámica se reduce. El cromosoma recientemente orientado a mono oscila en el espacio cerca del polo al que está unido hasta que un microtúbulo del polo opuesto se une al cinetocoro de la hermana. Este segundo accesorio estabiliza aún más la fijación del cinetocoro al huso mitótico. Gradualmente, el cromosoma bi-orientado se tira hacia el centro de la célula hasta que la tensión de los microtúbulos se equilibra en ambos lados del centrómero; el cromosoma congresado luego oscila en la placa de la metafase hasta que el inicio de la anafase libera la cohesión de las cromátidas hermanas.

En este modelo, los centros organizadores de microtúbulos están localizados en los polos celulares, su separación impulsada por la polimerización de microtúbulos y el “deslizamiento” de microtúbulos de eje antiparalelo con respecto a la otra en la zona media del huso mediada por kinesinas bipolares dirigidas al extremo.

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Dichas fuerzas de deslizamiento pueden no solo explicar la separación del polo del huso temprano en la mitosis, sino también el alargamiento del huso durante la anafase tardía.

Autoorganización mediada por cromatina del huso mitótico [ editar ]

En contraste con el mecanismo de búsqueda y captura en el que los centrosomas dictan en gran medida la organización del huso mitótico, este modelo propone que los microtúbulos se nuclean acentrosómicamente cerca de los cromosomas y se ensamblan espontáneamente en haces antiparalelos y adoptan una estructura similar a un huso.

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Experimentos clásicos de Heald y Karsenti muestran que se forman husos y núcleos mitóticos funcionales alrededor de perlas recubiertas con ADN incubados en extractos de huevo de Xenopus y que se forman matrices bipolares de microtúbulos en ausencia de centrosomas y cinetocoros.

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De hecho, también se ha demostrado que la ablación con láser de centrosomas en células de vertebrados no inhibe ni el ensamblaje del huso ni la segregación cromosómica.

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Bajo este esquema, la forma y el tamaño del huso mitótico son una función de las propiedades biofísicas de las proteínas del motor de entrecruzamiento.

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Nucleación de microtúbulos mediada por cromatina por el gradiente de Ran GTP [ editar ]

El factor de intercambio de nucleótidos de guanina para la pequeña GTPasa Ran (regulador de la condensación cromosómica 1 o RCC1) se une a los nucleosomas a través de las histonas centrales H2A y H2B.

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Por lo tanto, se genera un gradiente de Ran enlazado a GTP alrededor de la proximidad de la cromatina mitótica. Las perlas de vidrio recubiertas con RCC1 inducen la nucleación de los microtúbulos y la formación del huso bipolar en extractos de huevo de Xenopus , revelando que el gradiente de Ran GTP solo es suficiente para el ensamblaje del huso.

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El gradiente desencadena la liberación de factores de ensamblaje del huso (SAF) a partir de interacciones inhibitorias a través de las proteínas de transporte importin β / α. Los SAFs no unidos luego promueven la nucleación y estabilización de los microtúbulos alrededor de la cromatina mitótica, y la bipolaridad del huso está organizada por las proteínas motoras de los microtúbulos.

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Regulación del montaje del husillo [ editar ]

El ensamblaje del husillo está regulado en gran medida por eventos de fosforilación catalizados por quinasas mitóticas. Los complejos de cinasa dependientes de ciclina (CDK) se activan mediante ciclinas mitóticas, cuya traducción aumenta durante la mitosis. CDK1 (también llamado CDC2) se considera la quinasa mitótica principal en las células de mamíferos y se activa por Ciclina B1. Las quinasas Aurora son necesarias para el ensamblaje y separación apropiados del husillo.

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Aurora A se asocia con centrosomas y se cree que regula la entrada mitótica. Aurora B es un miembro del complejo de pasajeros cromosómico e interviene en la unión cromosoma-microtúbulo y la cohesión de cromátidas hermanas. La quinasa tipo polo, también conocida como PLK, especialmente PLK1, tiene funciones importantes en el mantenimiento del husillo al regular la dinámica de los microtúbulos.

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Estructura del cromosoma mitótico [ editar ]

Al final de la replicación del ADN, las cromátidas hermanas se unen en una masa amorfa de ADN y proteína enredada que sería virtualmente imposible de dividir en cada célula hija. Para evitar este problema, la entrada mitótica desencadena una reorganización dramática del genoma duplicado. Las cromátidas hermanas se desenredan y resuelven una de la otra. Los cromosomas también se acortan en longitud, hasta 10.000 veces en células animales,

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en un proceso llamado condensación. La condensación comienza en la profase y los cromosomas se compactan al máximo en estructuras en forma de varilla cuando se alinean en el centro del huso en metafase. Esto le da a los cromosomas mitóticos la clásica forma “X” que se ve en cariotipos, con cada cromátida hermana condensada unida a lo largo de sus longitudes por proteínas cohesinas y unidas, a menudo cerca del centro, en el centrómero.

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Si bien estos reordenamientos dinámicos son de vital importancia para garantizar la segregación precisa y de alta fidelidad del genoma, nuestra comprensión de la estructura del cromosoma mitótico sigue siendo en gran parte incompleta. Sin embargo, se han identificado algunos jugadores moleculares específicos: la topoisomerasa II usa la hidrólisis de ATP para catalizar la decatilación de enredos de ADN, promoviendo la resolución de la cromátida hermana.

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Las condensinas son complejos de 5 subunidades que también usan hidrólisis de ATP para promover la condensación cromosómica.

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Los experimentos en extractos de huevo de Xenopus también han implicado al enlazador Histona H1 como un importante regulador de la compactación de cromosomas mitóticos.

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Punto de control del conjunto del eje mitótico [ editar ]

La finalización de la formación del husillo es un punto crucial de transición en el ciclo celular denominado punto de control del conjunto del husillo. Si los cromosomas no están unidos correctamente al huso mitótico antes de este punto de control, el inicio de la anafase se retrasará.

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El fracaso de este punto de control del ensamblaje del husillo puede provocar aneuploidía y puede estar involucrado en el envejecimiento y la formación de cáncer.

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Ver también [ editar ]

• Veneno del eje

Referencias [ editar ]

1. Jump up ^ CE Walczak; R. Heald (2008). “Mecanismos de ensamblaje y función del husillo mitótico”. Revista Internacional de Citología 265 : 111-158. doi: 10.1016 / s0074-7696 (07) 65003-7.
2. ^ Helmke KJ, Heald R, Wilbur JD. Interacción entre la arquitectura y la función del huso. 2013. Int’l Rev.of Cell y Mol. Biol. 306: 83-125. PubMed PMID 24016524.
3. Jump up ^ E. Nogales; VH Ramey (1 de noviembre de 2009). “Información de la función de estructura en el complejo de cinetocoras Dam1 de levadura”. J of Cell Sci 122 : 3831 – 3836. doi: 10.1242 / jcs.004689.
4. ^ Campbell, Neil A .; Jane B. Reece (2005). Biología, 7ma Edición . San Francisco: Benjamin Cummings. pp. 221-224. ISBN 0-8053-7171-0.
5. ^ Manandhar Gf; Schatten H; Sutovsky P (2005). “Reducción de centrosoma durante la gametogénesis y su importancia”. Biol. Reprod. 72 (1): 2-13. doi: 10.1095 / biolreprod.104.031245. PMID 15385423.
6. ^ Petry, S., et al., 2013. La nucleación de microtúbulos de ramificación en extractos de huevo Xenopus mediado por augmin y TPX2. Cell 152, 768-777.
7. Jump up ^ JE Rickard; TE Kreis (1990). “Identificación de una nueva proteína de unión a microtúbulos sensible a nucleótidos en células HeLa”. J Cell Biol 110 (5): 1623 – 1633. doi: 10.1083 / jcb.110.5.1623. PMC 2200191. PMID 1970824.
8. Jump up ^ D. Dujardin; UI Wacker; A. Moreau; TA Schroer; JE Rickard; JR DeMey (1998). “Evidencia de un papel de CLIP-170 en el establecimiento de la alineación cromosómica en metafase”. J Cell Biol 141 (4): 849-862. doi: 10.1083 / jcb.141.4.849.PMC 2132766. PMID 9585405.
9. Jump up ^ D. Brunner; P. Nurse (2000). “CLIP-170-like tip1p organiza espacialmente la dinámica microtubular en la levadura de fisión”. Cell 102 (5): 695 – 704. doi: 10.1016 / S0092-8674 (00) 00091-X. PMID 11007487.
10. Jump up ^ YA Komarova; AS Kojima; et al. (2002). “Las proteínas enlazadoras citoplasmáticas promueven el rescate de microtúbulos in vivo”. J Cell Biol 159 : 589-599. doi: 10.1083 / jcb.200208058. PMC 2173097. PMID 12446741.
11. Jump up ^ S. Goldstone; C. Reyes; G. Gay; T. Courthéoux; M. Dubarry; et al. (2010). “Proteína Tip1 / CLIP-170 es necesaria para corregir el movimiento hacia el polo cromosómico en la levadura de fisión”. PLoS ONE 5 : e10634. doi: 10.1371 / journal.pone.0010634.PMC 2869355. PMID 20498706.
12. Jump up ^ AL Pereira; AJ Pereira; ARR Maia; et al. (1 de octubre de 2006). “Los mamíferos CLASP1 y CLASP2 cooperan para garantizar la fidelidad mitótica mediante la regulación de la función del huso y del cinetocoro”. Mol Biol Cell 17 : 4526 – 4542. doi: 10.1091 / mbc.E06-07-0579. PMC 1635371. PMID 16914514.
13. Jump up ^ A. Akhmanova; MO Steinmetz (abril de 2008). “Seguimiento de los fines: una red de proteínas dinámica controla el destino de las puntas de microtúbulos”. Nat Rev Mol Cell Biol 9 (4): 309 – 322. doi: 10.1038 / nrm2369. PMID 18322465.
14. ^ JS Tirnauer; S. Grego; ED Salmon; TJ Mitchison (1 de octubre de 2002). “Interacciones de EB1-microtúbulo en extractos de huevo de Xenopus: papel de EB1 en la estabilización de microtúbulos y mecanismos de direccionamiento a microtúbulos”. Mol Biol Cell 13 (10): 3614 – 3626. doi: 10.1091 / mbc.02-04-0210. PMC 129970. PMID 12388761.
15. ^ Salta a: a b ME Tanenbaum; RH Medema; A. Akhmanova (2011). “Regulación de localización y actividad de la despolimerasa de microtúbulos MCAK”. Bioarquitectura 1 (2): 80-87. doi: 10.4161 / bioa.1.2.15807. PMC 3158623. PMID 21866268.
16. Jump up ^ H. Niederstrasser; H. Salehi-Had; EC Gan; C. Walczak; E. Nogales (2002). “XKCM1 actúa sobre un único protofilamento y requiere el extremo C de tubulina”. J Mol Biol 316 (3): 817-828. doi: 10.1006 / jmbi.2001.5360. PMID 11866534.
17. ^ Saltar a: a b H. Maiato; P Sampaio; CE Sunkel (2004). “Proteínas asociadas a microtúbulos y sus papeles esenciales durante la mitosis”. Int Rev Cytol 241 : 53-153. doi: 10.1016 / S0074-7696 (04) 41002-X. PMID 15548419.
18. Jump up ^ R. Tournebize; A. Popov; K. Kinoshita; AJ Ashford; et al. (2000) “Control de la dinámica de los microtúbulos por las actividades antagónicas de XMAP215 y XKCM1 en extractos de huevo de Xenopus”. Nat Cell Biol 2 : 13-19. doi: 10.1038 / 71330.PMID 10620801.
19. Jump up ^ J. McIntosh; SC Landis (1971). “La distribución de microtúbulos de huso durante la mitosis en células humanas cultivadas”. J Cell Biol 49 (2): 468-497. doi: 10.1083 / jcb.49.2.468. PMC 2108320. PMID 19866774.
20. Jump up ^ DJ Sharp; KL McDonald; HM Brown; et al. (1999). “La cinesina bipolar, CLP61F, reticula los microtúbulos dentro de los haces de microtúbulos interpolares de los husos mitóticos embrionarios de Drosophila”. J Cell Biol 144 (1): 125 – 138.doi: 10.1083 / jcb.144.1.125. PMC 2148119. PMID 9885249.
21. Jump up ^ MA Hallen; SA Endow (2009). “Conjunto de husillo anastral: un modelo matemático”. Biophys J 97 (8): 2191 – 2201. doi: 10.1016 / j.bpj.2009.08.008. PMC 2764103. PMID 19843451.
22. Jump up ^ R. Heald; R. Tournebize; et al. (1996). “Autoorganización de microtúbulos en husos bipolares alrededor de cromosomas artificiales en extractos de huevo de Xenopus”. Nature 382 (6590): 420-425. doi: 10.1038 / 382420a0. PMID 8684481.
23. Jump up ^ A. Khodjakov; RW Cole; BR Oakley; CL Rieder (2000). “Formación de huso mitótico independiente de centrosoma en vertebrados”. Curr Biol 10 (2): 59-67. doi: 10.1016 / S0960-9822 (99) 00276-6. PMID 10662665.
24. ^ KS Burbank; TJ Mitchison; DS Fisher (2007). “Modelos de deslizamiento y clúster para ensamblaje de husillo”. Curr Biol 17 (16): 1373-1383. doi: 10.1016 / j.cub.2007.07.058. PMID 17702580.
25. ^ Makde R, Inglaterra J, Yennawar H, Tan S. Estructura del factor de cromatina RCC1 unido a la partícula núcleo del nucleosoma. 2010. Naturaleza. 467 (7315): 562 – 566. PubMed PMID 20739938
26. ^ Halpin D, Kalab P, Wang J, Weis K, Heald R. montaje del huso mitótico alrededor de perlas recubiertas de RCC1 en extractos de huevo Xenopus. 2011. PloS Biol. 9 (12): e1001225. PubMed PMID 22215983
27. ^ Fu, J., Jiang, Q., Zhang, C. Coordinación de eventos del ciclo celular por Ran GTPase. 2010.Nature Education 3 (9): 32
28. Jump up ^ AR Barr; F. Gergely (2007). “Aurora A: el fabricante y el interruptor de los polos del husillo”. J Cell Sci 120 : 2987-2996. doi: 10.1242 / jcs.013136.
29. ^ Peters, U., J. Cherian; et al. ([(2006)]). “Explorar el espacio del fenotipo de división celular y la función de la quinasa tipo polo utilizando moléculas pequeñas”. Nat Chem Biol 2 (11): 618-26. doi: 10.1038 / nchembio826. PMID 17028580. Compruebe los valores de fecha en: |date= (help)
30. ^ Saltar a: a b Morgan DO: El ciclo celular: Principios de control (Primers inBiology) Londres: New Science Press Ltd; 2007: 297. ISBN 978-0-9539181-2-6
31. ^ Belmont AS Organización de cromatina a gran escala: lo bueno, lo sorprendente y lo desconcertante. 2010. Curr Opin Cell Biol. 26: 69-78 PMID 24529248
32. Jump up ^ Marko, JF. El cromosoma mitótico: estructura y mecánica. 2012. Organización y función del genoma en el núcleo celular. Wiley-VCH, cap. 18, 449-485. DOI: 10.1002 / 9783527639991.ch18
33. ^ Champoux JJ. TOPOISOMERASAS ADN: Estructura, Función y Mecanismo. 2001. Annu Rev Biochem. 70 (1): 369-413. PubMed PMID 11395412
34. ^ Hirano T. Condensins: organizadores universales de cromosomas con diversas funciones. 2012. Genes Dev. 26 (15): 1659 – 1678. Pubmed PMID 22855829
35. ^ Maresca TJ, Freedman BS, Heald R. Histona H1 es esencial para la arquitectura cromosómica mitótica y la segregación en extractos de huevo de Xenopus laevis. 2005. J Cell Biol. 169 (6): 859-69. PubMed PMID 15967810
36. Jump up ^ Raven, Peter H .; Ray F. Evert; Susan E. Eichhorn (2005). Biología de las plantas, 7ma edición . Nueva York: WH Freeman and Company Publishers. pag. 59. ISBN 0-7167-1007-2.
37. ^ DJ panadero, Chen J, van Deursen JM (2005). “El punto de control mitótico en cáncer y envejecimiento: ¿qué nos han enseñado los ratones?”. Curr. Opin. Cell Biol. 17 (6): 583-9. doi: 10.1016 / j.ceb.2005.09.011. PMID 16226453.
38. https://en.wikipedia.org/wiki/Sp…